Реконструктивная хирургия носа. Перспективы тканевой инженерии и трехмерной печати в ринохирургии

Обложка

Цитировать

Полный текст

Аннотация

Хирургическое вмешательство на носу представляет собой комплекс операций, направленных на восстановление анатомической и физиологической структуры носа. Традиционно в хирургии носа применяются различные методы: использование собственных тканей пациента (аутопластические операции), имплантация биоматериалов, взятых у других людей (аллопластические операции), или синтетических или искусственных материалов для устранения дефектов. Однако количество аутогенных хрящей ограничено, не говоря уже о том, что при извлечении как ушных, так и реберных хрящей неизбежно возникают дополнительные разрезы, которые могут привести к осложнениям в донорской зоне. Тканевая инженерия, которая на протяжении многих лет активно развивается, представляет собой многообещающий подход к реконструкции тканей и органов, включая нос. В последнее время наблюдается повышенный интерес к созданию новых тканей и каркасов для органов с помощью технологии 3D-печати. Эта технология позволяет точно контролировать микроархитектуру и внутреннюю структуру, что создает идеальные условия для заселения клеток. Существует лишь несколько исследований, посвященных тканевой инженерии хрящевой ткани, применению стволовых клеток и факторов роста для этой цели. В этом обзоре представлены основные сведения о доступных исследованиях, посвященных стандартным хирургическим подходам, а также применению стволовых клеток, биоматериалов и трехмерной печати для реконструкции носа.

Полный текст

Введение

Основная цель реконструкции носа – устранить деформацию без ущерба для его структуры и физиологии. Хирургическое вмешательство на носу включает в себя ряд операций, направленных на восстановление анатомии и физиологии носа. Необходимый объем или степень реконструкции зависят от требований пациентов к внешнему виду и процедуры, используемой для сохранения проходимости носовых ходов. Первое упоминание о трансплантации дополнительных биологических тканей в область носа относится к 1861 г. В то время L. Ollier использовал фрагмент лобной кости в качестве части лобного лоскута для восстановления обширного дефекта наружного носа. В 1875 г. J. Hardy и в 1886 г. L. Quigley использовали трансплантацию кости для коррекции седловидной деформации носа. В России свободную костную пластику начали применять такие врачи, как М.М. Кузнецов (1900 г.), П.И. Дьяконов (1902 г.), В.Н. Павлов-Сильванский (1912 г.), В.А. Перимов (1913 г.), Н.Д. Мареев (1914 г.), Н.Н. Петров (1922 г.), В.А. Гусынин (1927 г.) и др. Однако костные трансплантаты подвергались критике из-за их рассасывания, непредсказуемости отдаленных результатов и дополнительной травмы в донорской зоне [см. подробнее: 1, 2].

Современный стандартный хирургический подход включает использование аутологичных тканей или имплантацию аллопластических, био- или синтетических/искусственных материалов для устранения дефектов. Нежизнеспособность тканей и осложнения, связанные с их извлечением, повысили потребность в изучении методов тканевой инженерии для реконструкции носа с использованием биоматериалов, стволовых клеток и факторов роста в сочетании с 3D-биопечатью [3].

Тканевая инженерия представляет собой междисциплинарную область, объединяющую биологию, медицину и инженерию. Она использует биологические или синтетические каркасы, а также различные процедуры клеточной дифференцировки для создания функциональных тканей, заменяющих ткани организма. Это позволяет снизить зависимость от донорских тканей и органов и успешно применить ее в ринохирургии. Тканевая инженерия хряща включает в себя 3 основных компонента: каркас, биосовместимый синтетический или натуральный материал, способный поддерживать трехмерную структурную целостность и биоинтеграцию, а также рост клеток, таких как хондроциты. В последнее время наблюдается повышенный интерес к созданию новых тканей и каркасов органов с использованием технологии 3D-печати, позволяющей хорошо контролировать микроархитектуру и внутреннюю структуру, подходящую для заселения клеток. Подходы к тканевой инженерии сосредоточены на изменении формы и функциональности хрящей через воздействие на их основные клетки – хондроциты [4].

Современные подходы к искусственному производству органов и тканей человека сосредоточены на технологии 3D-печати для создания каркасов с превосходной микроархитектурой [5]. 3D-биопечать позволяет печатать клетки непосредственно в потенциальных 3D-структурах интересующих органов.

Данный метод превосходит другие традиционные методы засева клеток благодаря высокой эффективности и хорошему контролю над микроматрицей, создаваемой для биопечатных клеток [6]. Кроме того, важную роль до и после биопечати играет другая новая технология – методы с компьютерной поддержкой, или биокомпьютерное производство (Bio-CAM) [7]. Его основная функция заключается в прогнозировании жизнеспособности изготовления путем моделирования нескольких компьютерных образцов.

Стволовые клетки обеспечивают 3-й необходимый компонент для успешной реализации тканевой инженерии в ринохирургии. Как известно, они обладают высокой способностью к репликации и дифференцировке в различные типы клеток. Хондроциты получают из эмбриональных мезенхимальных стволовых клеток (МСК). МСК обладают меньшей склонностью к образованию опухолей по сравнению с эмбриональными или фетальными стволовыми клетками. Они могут быть легко получены из различных тканей, таких как костный мозг, жировая ткань, синовиальная оболочка и пуповинная кровь с применением различных факторов роста и цитокинов [8–10].

Цель исследования – рассмотреть традиционные подходы в реконструктивной хирургии носа и проанализировать дальнейшие перспективы применения тканевой инженерии в ринохирургии на основании данных современной литературы.

Материалы и методы

Поиск проводили в базах данных eLibrary, Google Scholar, PubMed, Web of Science, Scopus. Использованы ключевые слова и словосочетания на русском и английском языках, связанные с темой исследования, такие как «ринохирургия», «тканевая инженерия хряща», «стволовые клетки», «аутохрящ», «3D-биопечать», «факторы роста», «хрящевые трансплантаты», "rhinosurgery", "cartilage tissue engineering", "stem cells", "autochondria", "3D bioprinting", "growth factors", "cartilage grafts".

Критериями отбора стали оригинальные научные статьи и обзоры, вышедшие в печать в рецензируемых научных изданиях; исследования, опубликованные на русском или английском языке; обзоры литературы, содержащие важные данные для раскрытия темы настоящего обзора. На этапах поиска и отбора были исключены публикации, не соответствующие указанным критериям, а также тезисы конференций, дубликаты, неполные версии статей и источники, не прошедшие рецензирование.

Применение ауто- и аллогенных биоматериалов

В области вторичной ринопластики традиционными и наиболее распространенными методами реконструкции являются использование трансплантатов из хряща, надхрящницы, фасции и подкожного жира [11, 12].

Хрящевые трансплантаты обладают большей жизнеспособностью благодаря своей аваскулярной структуре и низкому уровню метаболизма. Они также имеют более высокую степень приживляемости [13].

Реберный аллохрящ

По использованию реберного аллохряща в литературе приводится небольшое количество исследований, тем не менее представим результаты некоторых из них. Проведена оценка отдаленных эстетических и функциональных результатов пациентов после вторичной ринопластики.

Первое исследование включает 12 пациентов [14], прооперированных с использованием консервированного реберного аллохряща, воспалительная реакция наблюдалась всего лишь у 1 пациента. У остальных исследуемых отмечен стойкий положительный функциональный и эстетический эффект. Стоит отметить, что воспаление у единственного исследуемого отмечено спустя только 8–10 дней, после применения антибиотиков и вскрытия области инфильтрации нежелательный процесс был полностью ликвидирован. Таким образом, отдаленный эффект у всех 12 пациентов (более года) был исчерпывающим.

Второе исследование схожее с ранее описанным, только уже под наблюдением находились 24 пациента [15] с отсутствием каудального отдела перегородки носа и, соответственно, опущением кончика носа в результате нарушения опорных структур, сужением угла носового клапана, деформацией спинки носа после перенесенной травмы. После наблюдения в длительный срок (более года) также не отмечалось никаких нежелательных эффектов, в том числе западения либо смещения срединных структур носа, что указывало бы на лизис имплантата. Исключением так же, как и в 1-м исследовании, явился 1 пациент, у которого наблюдался реактивный отек и гнойное воспаление в ближайший послеоперационный период. Отмечены стойкие эстетические и функциональные эффекты у наблюдаемых пациентов.

Реберный аутохрящ

Применение реберного хряща в хирургии дает специалисту доступ к большому объему пластического материала. Однако у этого метода есть и свои недостатки. В частности, это значительная травма донорской зоны, повышенная жесткость трансплантата и риск его искривления в послеоперационный период [16]. Чтобы предотвратить деформацию имплантата из реберного хряща, рекомендуется удалить надхрящницу и поверхностные слои хряща [17].

В литературе приводится множество примеров использования реберного аутохряща при первичной или повторной риносептопластике. В 1-м исследовании [18] среди 16 больных, у которых отмечалось затруднение носового дыхания и которым проведены операции по устранению седловидной деформации носа, отмечалось его полное улучшение. У 45 из этой же группы наблюдавшихся больных также отмечены хорошие эстетические результаты. В единственном случае, спустя 2 года после проведенной операции, пациент столкнулся с серьезной травмой носа, что привело к искривлению его спинки. В ходе повторной операции диагностирован перелом длинной ножки, который был успешно исправлен и укреплен с помощью тонкой спицы. Эстетический результат повторного вмешательства также был удовлетворительным.

В другом исследовании прооперированы 17 пациенток [19]. Всем проводили первичную или повторную риносептопластику для удлинения перегородки носа при помощи реберного аутохряща с фиксацией его к каудальной части носа непрерывным швом. У всех пациенток в ранний и послеоперационный период осложнений не выявили. В итоге достигнут желаемый эстетический результат.

Ушной хрящ

Применение композиционных трансплантатов из ушной раковины – это идеальный способ коррекции краевых дефектов крыльев носа, который позволяет воссоздать естественную форму арки края крыла носа [20]. Забор материала осуществляется следующим образом: на верхнем полюсе ушной раковины, учитывая размеры и форму дефекта крыла носа, чертят схему необходимого трансплантата. После повторной обработки мягких тканей тем же раствором из донорской зоны забирается запланированный трансплантат. Края хряща донорской зоны ушиваются нерассасывающимся шовным материалом (полиэстер 4/0), а на кожу накладываются узловые кожные швы нитью 5/0 нейлона. Трансплантат укладывают на дефект крыла носа и фиксируют к его краям нитью 6/0 пролена.

В одном исследовании приводится анализ использования ушного трансплантата у 6 пациентов [21]. Всем 6 пациентам хирургическое вмешательство было осуществлено под общим наркозом. В зависимости от конфигурации и размеров дефектов места разрезов были соответствующим образом маркированы. Трансплантат получен из ушной раковины и включал в себя хрящевую ткань и кожу, которые точно соответствовали дефекту в области крыла носа. Важнейшим этапом операции было грамотное иссечение лоскута, поскольку точность этой процедуры напрямую влияет на успешное приживление трансплантата. У всех пациентов отмечены положительные функциональный и эстетический эффекты.

В другом зарубежном исследовании проведен ретроспективный анализ за 8-летний период, включающий операции с использованием ушного хряща [22]. Всего таких случаев описано 101. Донорский хрящ использовали в широком спектре методов трансплантации: трансплантаты кончика носа, дорсальные накладки, замена перегородки и т.д. Средний период наблюдения составил 12 мес. Частота осложнений была низкой. Ни у одного из пациентов не наблюдалось резорбции или инфекции трансплантата, не наблюдалось никаких ушных инфекций или гематом.

Тканевая инженерия

В области хирургии носа и использования биоматериалов особое внимание уделяется созданию биохряща, который должен быть максимально приближен по свойствам к хрящу перегородки носа. Процесс создания тканеинженерного хряща включает 4 ключевых этапа: формирование каркаса, заселение хондроцитов на каркас, использование факторов роста для дифференциации и созревания клеток, а также создание условий окружающей среды, которые имитируют естественную биологическую нишу хряща.

3D-биопечать

3D-биопечать представляет собой разновидность аддитивного производства и технологии тканевой инженерии. Относительно недавнее открытие показало, что эффективная 3D-биопечать сложных хрящевых конструкций может быть успешно реализована с помощью биочернил для печати каркасных органов, таких как ушная раковина и нос [23]. Перед началом процесса печати создается индивидуальная модель органа или ткани пациента [24, 25]. С помощью компьютерной и магнитно-резонансной томографии можно реконструировать форму носа исследуемого и использовать ее в качестве основы для создания модели в соответствии с потребностями пациента. Затем созданная модель импортируется в 3D-биопринтер. После этого биочернила, содержащие МСК, факторы роста (ФР) и другие добавки, наносятся слой за слоем для формирования конструкции. В результате специальной культивации in vitro создается персонализированная целевая ткань.

Существуют различные технологии биопечати органов, которые можно классифицировать следующим образом: струйная 3D-биопечать, 3D-биопечать на основе экструзии, лазерная 3D-биопечать и комбинированная 3D-биопечать [26]. В зависимости от задач экспериментального дизайна выбирается материал биочернил в соответствии с их биологическими, биофизическими и биохимическими свойствами. Затем для создания каркаса выбирают соответствующую технологию 3D-биопечати.

Каждый этап 3D-биопечати определяет качество конечной конструкции, и биочернила на основе гидрогеля являются ключевым компонентом. Гидрогели – это трехмерные молекулярные сети, состоящие из гидрофильных полимерных цепочек, которые могут принимать любую форму, размер или конфигурацию и впитывать в тысячу раз больше своего сухого веса в среде с высоким содержанием воды. С развитием технологии 3D-биопечати система на основе гидрогеля стала идеальным носителем для клеток в различных областях тканевой инженерии.

Идеальные биочернила должны обладать хорошей биосовместимостью, способностью к биологическому разложению и достаточными механическими свойствами, чтобы поддерживать морфологию носа и имитировать естественную внеклеточную среду. Кроме того, необходимо учитывать влияние гидрогелевого материала и процесса его сшивания на инкапсулированные стволовые клетки. Поскольку одновременное достижение механических свойств и биосовместимости является сложной задачей, в настоящее время редко используются биочернила с одним составом, и смешанные биочернила постепенно становятся стандартом.

Q. Yao и его коллеги создали каркасы из поликапролактона и гидроксиапатита, которые успешно выдержали физиологические и механические нагрузки у кроликов [27]. Аналогичным образом M. Wang и соавт. разработали технологию биопечати пористых каркасов из пропиленфумарата, обладающих хорошими свойствами для инженерии костной ткани [28].

В другом исследовании F. Pati и его коллеги засеяли напечатанные на 3D-принтере каркасы из поликапролактона (PCL) / полилактид-ко-гликолида / β-трикальцийфосфата мезенхимальными стромальными клетками ткани нижней носовой раковины человека [29]. Это позволило создать костеподобный внеклеточный матрикс и улучшить его остеогенные свойства. Результаты показали, что децеллюляризованные каркасы обладают улучшенными остеоиндуктивными и остеокондуктивными свойствами.

Аналогично J. Kundu и соавт. продемонстрировали возможность биопечати хрящей, используя хондроциты, инкапсулированные в альгинат [30]. В качестве механической опоры выступал PCL, и образование хряща было подтверждено в экспериментах in vivo. Показано, что конструкции из PEG (полиэтиленгликоля) и PCL, содержащие хондроциты, являются хорошим биоматериалом для биопечати ушных структур.

В своих исследованиях другие ученые [31, 32] показали, что прямое биопечатание структур, засеянных хондроцитами человека или МСК, для восстановления дефектов хряща с использованием диметакрилата PEG (PEGDMA) в качестве биочернил приводит к созданию конструкции с более высокой жизнеспособностью клеток и интеграцией в поврежденный хрящ.

Отбор стволовых клеток

Для создания тканевых структур носовых хрящей можно использовать различные типы клеток-предшественников: клетки-предшественники хондроцитов (CPC), МСК (МСК, индуцированные плюрипотентные стволовые клетки, эмбриональные стволовые клетки) [33].

Среди МСК наиболее распространены следующие: стволовые клетки жировой ткани, стволовые клетки костного мозга, МСК из синовиальной оболочки, МСК из пуповинной крови, МСК из периферической крови. В жировой ткани концентрация МСК значительно выше, чем в других источниках, таких как костный мозг, дерма, пуповина, зубная пульпа и плацента, что увеличивает доступность ресурса [34].

Ранее для создания тканевых структур носовых хрящей чаще всего использовали МСК из носовых пазух и костного мозга. В последнее время наиболее доступными являются МСК из жировой ткани.

Жировые МСК (ADSCs) стали одним из самых популярных типов клеток-предшественников и для создания хрящевой ткани с помощью 3D-биопечати благодаря своей распространенности, способности к быстрому размножению, относительной безопасности при извлечении и отсутствию этических ограничений [35].

В исследовании S. Mohamed-Ahmed и соавт. обнаружено, что способность к дифференцировке и тканеспецифичность у BMSCs (костномозговые МСК) и ADSCs различается [36]. BMSCs превосходят ADSCs в остео- и хондрогенной дифференцировке, в то время как ADSCs обладают более высоким пролиферативным и адипогенным потенциалом.

Однако МСК в жировой ткани более плотно растущие, чем в костном мозге. У взрослых людей с полностью сформировавшимся скелетом концентрация МСК в костном мозге составляет от 0,001 до 0,002%, что соответствует нескольким сотням клеток на миллилитр костного мозга. В то же время ADSCs составляют приблизительно 1% клеток стромально-сосудистой фракции (SVF) в полученной путем ферментной диссоциации жировой ткани, что в 500–1000 раз больше, чем в костном мозге [37]. Таким образом, жировые МСК обладают практическими преимуществами в качестве материала для регенерации хрящевой ткани и способны синтезировать белки хрящевого матрикса при добавлении ФР.

Факторы роста

Зрелые хондроциты, стволовые клетки, полученные из жировой ткани, и стволовые клетки, полученные из костного мозга, а также ФР могут быть использованы для производства хряща при загрузке в каркасы [38]. Для исследований хряща in vitro необходимо регулировать параметры микроокружения, чтобы имитировать условия in vivo.

Для формирования зрелой ткани клетки должны быть простимулированы ФР, из которых некоторыми наиболее широко используемыми являются трансформирующие ФР (ТФР) β1, β2 или β3, ФР фибробластов и костные морфогенные белки. Все они отвечают за стимулирование процесса хондрогенеза. F. Barry и соавт. установили, что все 3 семейства ТФР способствуют хондрогенезу, однако ТФР-β2 и ТФР-β3 являются наиболее активными [39]. TGF-β2 и костный морфогенный белок 7 эффективно стимулируют развитие хряща при совместном культивировании со стволовыми клетками, полученными из жировой ткани [40].

В клиническом исследовании у 32 пациентов проведено расширение дорсальной части носа с использованием хондроцитов из ушного хряща в сочетании с аутосывороткой, содержащей в большой концентрации ФР [41]. Гель вводили в подкожное пространство на спинке носа и придавали ему форму путем надавливания пальцем. Неделю спустя было замечено образование твердого хряща, гистологический анализ подтвердил созревание хряща с надхрящницей через 6 мес. Кроме того, в отчете отмечается незначительный дефект донорского участка с успешными эстетическими результатами после 17 мес наблюдения. Результатом метода стало увеличение зрелых хондроцитов in vitro. Использование стволовых клеток, полученных из жировой ткани, может снизить риск возникновения дефектов хряща у донора.

В другом исследовании J. Planas использовал коллаген и гликозаминогликаны для создания пористой матрицы, наполненной ФР тромбоцитов [42]. Этот имплантат показал хорошие результаты при устранении небольших дефектов костной спинки носа [43]. Авторы предположили, что его можно применять и для более серьезных повреждений.

C. Tiengo и соавт. также продемонстрировали использование коллагена из бычьих сухожилий и гликозаминогликанов в сочетании с перихондриальным лоскутом, хрящевым трансплантатом и кожным трансплантатом для восстановления носовой перегородки [44, 45].

Каркасы

Для создания идеальных каркасов необходимы биоматериалы, которые обладают пористой структурой, способной удерживать хондроциты и стволовые клетки. Такие материалы должны быть гидрофильными, биосовместимыми, биоразлагаемыми и не вызывать иммунного ответа. Исследования показали, что альгинатные гидрогели обладают хорошими хондрогенными свойствами, но не подходят для наложения швов и не могут быть использованы для прямой имплантации [38].

В двух отдельных исследованиях представлен новый каркас, созданный с использованием поли(3-гидроксибутирата-со-3-гидроксивалерата) – биосовместимого и биоразлагаемого пластика, полученного из бактерий. Этот материал способен формировать новые хрящи и обеспечивать структурную целостность [46, 47]. Однако каркасы из поли(3-гидроксибутирата-со-3-гидроксивалерата) имеют высокую стоимость и являются достаточно хрупкими. Коллагеновые губки и поливиниловый спирт также показали эффективность в стимулировании роста хрящевой ткани и могут быть использованы для электроосаждения и 3D-печати каркасов с точным контролем [48].

Заключение

Регенеративная медицина достигла значительных успехов как в общей клинической практике, так и в ринохирургии. Хотя традиционные методы реконструкции носа, которые включают использование аутологичной ткани или имплантацию аллопластических, био- или синтетических/искусственных материалов и имеют в целом неплохие результаты, но все же необходима минимизация осложнений и неудовлетворительных функциональных и эстетических результатов для пациента. Тканевая инженерия и 3D-биопечать вкупе могут стать в этой сфере незаменимой нишей, хотя имеются некоторые сложности и в том, и в другом направлениях. Например, невозможность послойной печати, которая затрудняет печать сложных полых структур, а также тот фактор, что для создания идеального хряща необходимо тщательно подбирать биочернила, посевные клетки, ФР и другие методы, способствующие хондрогенезу.

Раскрытие интересов. Авторы декларируют отсутствие явных и потенциальных конфликтов интересов, связанных с публикацией настоящей статьи.

Disclosure of interest. The authors declare that they have no competing interests.

Вклад авторов. Авторы декларируют соответствие своего авторства международным критериям ICMJE. Все авторы в равной степени участвовали в подготовке публикации: разработка концепции статьи, получение и анализ фактических данных, написание и редактирование текста статьи, проверка и утверждение текста статьи.

Authors’ contribution. The authors declare the compliance of their authorship according to the international ICMJE criteria. All authors made a substantial contribution to the conception of the work, acquisition, analysis, interpretation of data for the work, drafting and revising the work, final approval of the version to be published and agree to be accountable for all aspects of the work.

Источник финансирования. Авторы декларируют отсутствие внешнего финансирования для проведения исследования и публикации статьи.

Funding source. The authors declare that there is no external funding for the exploration and analysis work.

×

Об авторах

Ромеш Иванович Кокаев

ФГБУН ФНЦ «Владикавказский научный центр Российской академии наук»; ФГБОУ ВО «Северо-Осетинская государственная медицинская академия» Минздрава России

Email: musaevaiman2002@mail.ru
ORCID iD: 0000-0002-2326-1348

канд. мед. наук, зав. лаб. Института биомедицинских исследований, доц. каф. нормальной физиологии

Россия, Владикавказ; Владикавказ

Иман Исламовна Мусаева

ФГБОУ ВО «Северо-Осетинская государственная медицинская академия» Минздрава России

Автор, ответственный за переписку.
Email: musaevaiman2002@mail.ru
ORCID iD: 0009-0007-7846-8163

студентка VI курса лечебного фак-та

Россия, Владикавказ

Амина Арсановна Наказова

ФГБОУ ВО «Северо-Осетинская государственная медицинская академия» Минздрава России

Email: musaevaiman2002@mail.ru
ORCID iD: 0009-0006-0108-0219

студентка VI курса педиатрического фак-та

Россия, Владикавказ

Алят Саидсалаховна Абатаева

ФГБОУ ВО «Северо-Осетинская государственная медицинская академия» Минздрава России

Email: musaevaiman2002@mail.ru
ORCID iD: 0009-0001-0286-6217

студентка VI курса педиатрического фак-та

Россия, Владикавказ

Список литературы

  1. Михельсон Н.М. Восстановительные операции челюстно-лицевой области. М.: Медгиз, 1962 [Mikhel'son NM. Vosstanovitel'nye operatsii cheliustno-litsevoi oblasti. Moscow: Medgiz, 1962 (in Russian)].
  2. Вальтер К. Эволюция ринопластики. Российская ринология. 1996;1:5-15 [Walter С. The evolution of rhinoplasty. Russian Rhinology = Rossiyskaya Rinologiya. 1996;1:5-15 (in Russian)].
  3. Kaliva M, Chatzinikolaidou M, Vamvakaki M. Applications of smart multifunctional tissue engineering scaffolds. In: Wang Q, ed. Smart Materials for Tissue Engineering: Applications. Royal Society of Chemistry, 2017.
  4. Chung C, Burdick JA. Engineering cartilage tissue. Adv Drug Deliv Rev. 2008;60(2):243-62. doi: 10.1016/j.addr.2007.08.027
  5. Murphy SV, Atala A. 3D bioprinting of tissues and organs. Nat Biotechnol. 2014;32(8):773-85. doi: 10.1038/nbt.2958
  6. Xu T, Zhao W, Zhu JM, et al. Complex heterogeneous tissue constructs containing multiple cell types prepared by inkjet printing technology. Biomaterials. 2013;34(1):130-9. doi: 10.1016/j.biomaterials.2012.09.035
  7. Zarei F, Daraee H. Recent progresses in breast reconstruction: Stem cells, biomaterials, and growth factors. Drug Res (Stuttg). 2018;68(6):311-6. doi: 10.1055/s-0043-122490
  8. Schmitt B, Ringe J, Häupl T, et al. BMP2 initiates chondrogenic lineage development of adult human mesenchymal stemcells in high-density culture. Differentiation. 2003;71(9-10):567-77. doi: 10.1111/j.1432-0436.2003.07109003.x
  9. Mehlhorn AT, Niemeyer P, Kaiser S, et al. Differential expression pattern of extracellular matrix molecules during chondro genesis of mesenchymal stem cells from bone marrow and adipose tissue. Tissue Eng. 2006;12(10):2853-62. doi: 10.1089/ten.2006.12.2853
  10. Shirasawa S, Sekiya I, Sakaguchi Y, et al. In vitro chondrogenesis of human synovium-derived mesenchymal stem cells: Optimal condition and comparison with bone marrow-derived cells. J Cell Biochem. 2006;97(1):84-97. doi: 10.1002/jcb.20546
  11. Daniel RK. The conundrum of the depressor septi nasi muscle. Plast Reconstr Surg. 2014;134(3):480e-1e. doi: 10.1097/PRS.0000000000000418
  12. Çakır B, Öreroğlu AR, Daniel RK. Surface aesthetics in tip rhinoplasty: A stepby-step guide. Aesthet Surg J. 2014;34(6):941-55. doi: 10.1177/1090820X14537643
  13. Аlvert JW, Patel AC, Daniel RK. Reconstructive rhinoplasty: operative revision of patients with previous autologous costal cartilage grafts. Plast Reconstr Surg. 2014;133(5):1087-96. doi: 10.1097/PRS.0000000000000119
  14. Магомедов М.М., Ибрагимов Ш.И., Дадаев И.М., и др. Отдаленные наблюдения применения консервированного хряща при ринопластике. Актуальные вопросы современной оториноларингологии. Сборник трудов X Республиканской научно-практической конференции оториноларингологов Республики Дагестан, посвященной 100-летию образования Дагестанской АССР, Махачкала, 10–11 июня 2021 г. Махачкала: Дагестанский государственный медицинский университет, 2021 [Magomedov MM, Ibragimov ShI, Dadaev IM, et al. Otdalennye nabliudeniia primeneniia konservirovannogo khriashcha pri rinoplastike. Aktual'nye voprosy sovremennoi otorinolaringologii. Sbornik trudov X Respublikanskoi nauchno-prakticheskoi konferentsii otorinolaringologov Respubliki Dagestan, posviashchennoi 100-letiiu obrazovaniia Dagestanskoi ASSR, Makhachkala, 10–11 iiunia 2021 g. Makhachkala: Dagestanskii gosudarstvennyi meditsinskii universitet, 2021 (in Russian)].
  15. Магомедов М.М., Азизова Х.А., Салаватова К.Б., и др. Применение консервированного аллохряща в реконструктивной хирургии пирамиды носа. Новые технологии в оториноларингологии. Сборник трудов Межрегиональной научно-практической конференции оториноларингологов СКФО с международным участием, посвященной 100-летию со дня рождения Расула Гамзатова, Махачкала, 23 июня 2023 г. Махачкала: Дагестанский государственный медицинский университет, 2023 [Magomedov MM, Azizova KhA, Salavatova KB, et al. Primenenie konservirovannogo allokhriashcha v rekonstruktivnoi khirurgii piramidy nosa. Novye tekhnologii v otorinolaringologii. Sbornik trudov Mezhregional'noi nauchno-prakticheskoi konferentsii otorinolaringologov SKFO s mezhdunarodnym uchastiem, posviashchennoi 100-letiiu so dnia rozhdeniia Rasula Gamzatova, Makhachkala, 23 iiunia 2023 g. Makhachkala: Dagestanskii gosudarstvennyi meditsinskii universitet, 2023 (in Russian)].
  16. Колядич Ж.В., Порадовский А.А., Корженевич Е.И. Функциональные ринопластики при седловидных деформациях носа. Оториноларингология. Восточная Европа. 2018;8(1):90-7 [Kaliadzich Z, Poradovskii A, Karzhanevich A. Functional rhinoplasty in cases of saddle nose deformity. Otorhinolaryngology. Eastern Europe. 2018;8(1):90-7 (in Russian)].
  17. Pak MW, Chan ES, van Hasselt CA. Late complications of nasal augmentation using silicone implants. J Laryngol Otol. 1998;112(11):1074-7. PMID: 10197148
  18. Курбанов У.А., Давлатов А.А., Джанобилова С.М., и др. Использование реберного аутохряща в реконструктивно-пластической хирургии. Вестник Авиценны. 2011;4(3):7-18 [Kurbanov UA, Davlatov AA, Dzhanobilova SM, et al. The use of costal autologous cartilage in reconstructive and plastic surgery. Vestnik Avitsenny = Avicenna Bulletin. 2011;4(3):7-18 (in Russian)]. doi: 10.25005/2074-0581-2011-13-4-7-18
  19. Глушко А.В., Гаммадаева С.Ш., Лебедева Ю.В. Хирургическая коррекция короткого носа при дефиците каудальной части носовой перегородки. Пластическая хирургия и эстетическая медицина. 2023;3:18-26 [Glushko AV, Gammadaeva SSh, Lebedeva YuV. Surgical correction of a short nose with deficiency of the caudal part of the nasal septum. Plastic Surgery and Aesthetic Medicine. 2023;(3):18-26 (in Russian)]. doi: 10.17116/plast.hirurgia202303118
  20. Ceratti TA, Neto AS, Vittorazzi A, et al. Use of a composite auricular graft in nasal alar reconstruction. Rev Bras Cir Plást. 2012;27(4):640-3. doi: 10.1590/S1983-51752012000400030
  21. Курбанов У.А., Давлатов А.А., Джанобилова С.М., Мирзобеков Х.Ф. Использование ушного композиционного трансплантата при реконструкции крыла носа. Вестник Авиценны. 2016;3(68):22-6 [Kurbanov UA, Davlatov AA, Janobilova SM, Mirzobekov KhF. Using of composite ear graft in reconstruction of wing nose. Vestnik Avitsenny = Avicenna Bulletin. 2016;3(68):22-6 (in Russian)].
  22. Murrell GL. Auricular cartilage grafts and nasal surgery. Laryngoscope. 2004;114(12):2092-102. doi: 10.1097/01.mlg.0000149440.20608.7c
  23. Kesti M, Eberhardt C, Pagliccia G, et al. Bioprinting complex cartilaginous structures with clinically compliant biomaterials. Adv Funct Mater. 2015;25(48):7406-17. doi: 10.1002/adfm.201503423
  24. Аббасов ИБ. Основы трехмерного моделирования в графической системе 3 ds Max 2018. Учебное пособие. М.: ДМК Пресс, 2017 [Abbasov IB. Osnovy trekhmernogo modelirovaniia v graficheskoi sisteme 3 ds Max 2018. Uchebnoe posobie. Moscow: DMK Press, 2017 (in Russian)].
  25. Lee JY, Park JH, Ahn MJ, et al. Long-term study on off-the-shelf tracheal graft: A conceptual approach for urgent implantation. Mater Des. 2020;185:108-19. doi: 10.1016/J.MATDES.2019.10821
  26. Xiaohong W. Advanced polymers for three-dimensional (3D) organ bioprinting. Micromachines (Basel). 2019;10(12):814. doi: 10.3390/mi10120814
  27. Yao Q, Wei B, Guo Y, et al. Design, construction and mechanical testing of digital 3D anatomical data-based PCL–HA bone tissue engineering scaffold. J Mater Sci Mater Med. 2015;26(1):5360. doi: 10.1007/s10856-014-5360-8
  28. Wang MO, Piard CM, Melchiorri A, et al. Evaluating changes in structure and cytotoxicity during in vitro degradation of three-dimensional printed scaffolds. Tissue Eng Part A. 2015;21(9-10):1642-53. doi: 10.1089/ten.tea.2014.0495
  29. Pati F, Jang J, Ha DH, et al. Printing three-dimensional tissue analogues with decellularized extracellular matrix bioink. Nat Commun. 2014;5:3935. doi: 10.1038/ncomms4935
  30. Kundu J, Shim JH, Jang J, et al. An additive manufacturing-based PCL-alginate-chondrocyte bioprinted scaffold for cartilage tissue engineering. J Tissue Eng Regen Med. 2015;9(11):1286-97. doi: 10.1002/term.1682
  31. Gao G, Schilling AF, Hubbell K, et al. Improved properties of bone and cartilage tissue from 3D inkjet-bioprinted human mesenchymal stem cells by simultaneous deposition and photocrosslinking in PEG-GelMA. Biotechnol Lett. 2015;37(11):2349-55. doi: 10.1007/s10529-015-1921-2
  32. Cui X, Breitenkamp K, Finn MG, et al. Direct human cartilage repair using three-dimensional bioprinting technology. Tissue Eng Part A. 2012;18(11-12):1304-12. doi: 10.1089/ten.TEA.2011.0543
  33. Urlić I, Ivković A. Cell sources for cartilage repair-biological and clinical perspective. Cells. 2021;10(9):2496. doi: 10.3390/cells10092496
  34. Câmara DAD, Shibli JA, Müller EA, et al. Adipose tissue-derived stem cells: The biologic basis and future directions for tissue engineering. Materials (Basel). 2020;13(14):3210. doi: 10.3390/ma13143210
  35. Orbay H, Tobita M, Mizuno H. Mesenchymal stem cells isolated from adipose and other tissues: Basic biological properties and clinical applications. Stem Cells Int. 2012;2012:461718. doi: 10.1155/2012/461718
  36. Mohamed-Ahmed S, Fristad I, Lie SA, et al. Adipose-derived and bone marrow mesenchymal stem cells: A donor-matched comparison. Stem Cell Res Ther. 2018;9(1):168. doi: 10.1186/s13287-018-0914-1
  37. Tang Y, Pan ZY, Zou Y, et al. A comparative assessment of adipose-derived stem cells from subcutaneous and visceral fat as a potential cell source for knee osteoarthritis treatment. J Cell Mol Med. 2017;21(9):2153-62. doi: 10.1111/jcmm.13138
  38. Sharma A, Janus JR, Hamilton GS. Regenerative medicine and nasal surgery. Mayo Clinic Proceedings. 2015;90(1):148-58. doi: 10.1016/j.mayocp.2014.10.002
  39. Barry F, Boynton RE, Liu B, Murphy JM. Chondrogenic differentiation of mesenchymal stem cells from bone marrow: Differentiation-dependent gene expression of matrix components. Exp Cell Res. 2001;268(2):189-200. doi: 10.1006/excr.2001.5278
  40. Zarei F, Abbaszadeh A. Stem cell and skin rejuvenation. J Cosmet Laser Ther. 2018;20(3):193-7. doi: 10.1080/14764172.2017.1383615
  41. Mendelson A, Ahn JM, Paluch K, et al. Engineered nasal cartilage by cell homing: A model for augmentative and reconstructive rhinoplasty. Plast Reconstr Surg. 2014;133(6):1344-53. doi: 10.1097/PRS.0000000000000232
  42. Planas J. Use of integraTM in rhinoplasty. In: Shiffman MA, Di Giuseppe A. Advanced Aesthetic Rhinoplasty: Art, Science, and New Clinical Techniques. Berlin, Heidelberg: Springer, 2013. doi: 10.1007/978-3-642-28053-5_47
  43. Dantzer E, Braye FM. Reconstructive surgery using an artificial dermis (Integra): results with 39 grafts. Br J Plast Surg. 2001;54(8):659-64. doi: 10.1054/bjps.2001.3684
  44. Tiengo C, Amabile A, Azzena B. The contribution of a dermal substitute in the three-layers reconstruction of a nose tipavulsion. J Plast Reconstr Aesthetic Surg. 2012;65(1):114-7. doi: 10.1016/j.bjps.2011.06.030
  45. Vahabi S, Rafieian Y. Abbas Zadeh A. The effects of intraoperative esmolol infusion on the postoperative pain and hemodynamic stability after rhinoplasty. J Investig Surg. 2018;31(2):82-8. doi: 10.1080/08941939.2016.1278288
  46. Liu J, Zhao B, Zhang Y, et al. PHBV and predifferentiated human adipose-derived stem cells for cartilage tissue engineering. J Biomed Mater Res A. 2010;94(2):603-10. doi: 10.1002/jbm.a.32730
  47. Wu J, Xue K, Li H, et al. Improvement of PHBV scaffolds with bioglass for cartilage tissue engineering. PLoS One. 2013;8(8):e71563. doi: 10.1371/journal.pone.0071563
  48. Gonzalez JS, Alvarez VA. Mechanical properties of polyvinylalcohol/hydroxyapatite cryogel as potential artificial cartilage. J Mech Behav Biomed Mater. 2014;34:47-56. doi: 10.1016/j.jmbbm.2014.01.019

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать

© ООО "Консилиум Медикум", 2025

Creative Commons License
Эта статья доступна по лицензии Creative Commons Attribution-NonCommercial-ShareAlike 4.0 International License.
СМИ зарегистрировано Федеральной службой по надзору в сфере связи, информационных технологий и массовых коммуникаций (Роскомнадзор).
Регистрационный номер и дата принятия решения о регистрации СМИ: серия ПИ № ФС77-63969 от 18.12.2015. 
СМИ зарегистрировано Федеральной службой по надзору в сфере связи, информационных технологий и массовых коммуникаций (Роскомнадзор).
Регистрационный номер и дата принятия решения о регистрации СМИ: серия ЭЛ № ФС 77 - 69134 от  24.03.2017.